2022, Vol. 62中国科学院微生物研究所，中国微生物学会
文章信息
- 卢璇, 王云燕, 瞿才燕, 唐溪, 唐崇俭. 2022
- LU Xuan, WANG Yunyan, QU Caiyan, TANG Xi, TANG Chongjian.
- 水体硝化体系中砷的解毒机制探讨
- Detoxification mechanisms of arsenic in nitrification in water systems
- 微生物学报, 62(6): 2212-2225
- Acta Microbiologica Sinica, 62(6): 2212-2225
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文章历史
- 收稿日期：2022-03-30
- 修回日期：2022-05-08
- 网络出版日期：2022-06-07
引用本文 |
2. 国家重金属污染防治工程技术研究中心, 湖南 长沙 410083
2. Chinese National Engineering Research Center for Control and Treatment of Heavy Metal Pollution, Changsha 410083, Hunan, China
砷(As)是自然界中广泛存在的一种类金属元素，因其较大的毒性和对环境的危害性，常被归为重金属，且与汞、镉、铅、铬并称“五毒重金属”。砷主要以无机形式的亚砷酸盐[AsO2−, As(Ⅲ)]和砷酸盐[AsO43−, As(Ⅴ)]广泛存在于水环境中，其中As(Ⅲ)的生物毒性是As(Ⅴ)的60倍[1]。As(Ⅲ)会破坏细胞内酶的结构，干扰DNA复制，对于人类、动物及植物，乃至微生物都有强烈的毒害作用。
近年来，随着工农业的发展，水体中的氮素污染日益严重，废水脱氮技术愈受重视，虽然以厌氧氨氧化为代表的新型生物脱氮工艺获得极大关注，但硝化反硝化以其工艺稳定、使用面广等优势仍是目前应用最为广泛的生物脱氮工艺之一。硝化是该工艺中的第一步，也是关键一步。硝化工艺由硝化细菌主导，包括氨氧化菌(ammonia oxidizing bacteria，AOB)和亚硝酸盐氧化菌(nitrite oxidizing bacteria，NOB)，它们可分别将水中的氨氮(NH4+-N)氧化为亚硝态氮(NO2–-N)，以及将亚硝态氮氧化为硝态氮(NO3–-N)[2]，为后续的反硝化脱氮奠定基础。AOB和NOB均以化能无机自养型为主，生长缓慢，平均世代周期长。已有大量研究表明硝化体系对重金属十分敏感[3–5]，如Kapoor等发现低于3 mg/L的Cd和Ni即能对硝化造成60%以上的抑制[6]。但随后研究者[7–9]发现，
硝化体系对高浓度的As(Ⅲ)并不敏感，并可将As(Ⅲ)氧化为As(Ⅴ)。深入比较发现，As(Ⅲ)的生物氧化与硝化过程具有一定的关联性，化能自养型As(Ⅲ)氧化菌不仅可在有氧条件下将As(Ⅲ)氧化，还可在缺氧条件下以NO2−或NO3−为电子受体氧化As(Ⅲ)[10–11]。而氨氧化菌和亚硝酸盐氧化菌也是典型的化能自养菌，且硝化体系内存在氧气及硝化产物NO2–、NO3–等电子受体[2]，理论上均可接受电子实现As(Ⅲ)的氧化。此外，微生物具有多种As(Ⅲ)抗性机制和解毒基因[12–15]，但针对硝化生物脱氮体系的As(Ⅲ)解毒机制尚缺乏系统总结归纳。因此，本文结合作者的研究经验，对硝化体系中可能存在的As(Ⅲ)解毒机制进行综述，以期为微生物氮砷循环的基础研究及生物脱氮工艺的推广应用提供参考。
1 As(Ⅲ)的毒性机理及微生物摄砷方式砷共有4种价态，分别为+5、+3、0和−3[16]。在水环境中，砷主要以无机态的As(Ⅲ)和As(Ⅴ)形式出现[17]。As(Ⅲ)进入细胞后会干扰DNA复制，增加DNA的转录错误率，并通过与蛋白中的巯基结合而改变酶的结构和活性，从而损害细胞[18]；As(Ⅴ)因其与磷酸盐的结构类似，进入胞内后可替代磷酸盐，生成不稳定的砷副产物，干扰正常的磷酸化过程，导致氧化磷酸化的解偶联，从而破坏ATP的合成[19–20]。由此可见，砷具有剧毒性，但其产生毒性的前提是能通过细胞膜进入细胞内部。
细胞膜上存在着细胞生命活动所需的多种转运通道，水通道蛋白便是其中之一。顾名思义，水通道蛋白是为细胞输送水的通道，它有2个亚族，分别为水通道蛋白(aquaporins)和水甘油通道蛋白(aquaglyceroporins，AQPs)。前者为真正意义上的水通道，只允许水通过。而水甘油通道蛋白，如大肠杆菌中发现的GlpF (glycerol facilitator)，具有更大的孔径，除了水之外还可允许其他不带电的溶质通过，比如甘油。As(Ⅲ)在水溶液中常被认为是以含氧阴离子形态存在，但实际上亚砷酸的酸度系数(pKa)为9.2，因此在中性pH下基本不存在阴离子型的亚砷酸盐，而主要为亚砷酸分子(H3AsO3)。H3AsO3与甘油的电荷分布相似，但分子体积比甘油稍小(H3AsO3为59 cm3/mol，甘油为71 cm3/mol)，更易通过水甘油通道中的狭窄区域进入细胞[21]。更为有趣的是，Yang等[22]发现As(Ⅴ)进入Sinorhizobium meliloti细胞后首先会被还原为As(Ⅲ)，继而As(Ⅲ)会顺浓度梯度通过水甘油通道流出细胞，这说明水甘油通道蛋白不仅能够摄入As(Ⅲ)，在一定条件下还能作为As(Ⅲ)的外排泵，具有砷抗性作用。
在有氧条件下，砷酸盐为水环境中砷的主要形态，多以H2AsO4–和HAsO42–形式存在[23]。砷酸盐是磷酸盐的结构类似物，可直接被磷酸盐转运蛋白运输进入细胞。在大肠杆菌中存在2种磷酸盐转运系统，分别为无机磷酸盐转运系统(Pit)和磷酸盐特殊转运系统(Pst)[24]，它们都能促进As(Ⅴ)的摄取，但Pit系统起主要作用[22]。在氨氧化菌和亚硝酸盐氧化菌中，同样存在水甘油通道蛋白和磷酸盐转运系统[25]，因此能够将外界As(Ⅲ)和As(Ⅴ)转运进细胞。
2 硝化污泥对As(Ⅲ)的胞外抵抗机制胞外聚合物(EPS)是微生物在其代谢过程中分泌的包围在细胞壁外，用于自我保护和相互黏附，并在饥饿环境下为微生物本身提供碳源和能量的一类有机高分子多聚化合物[26]。EPS的主要成分是蛋白质和多糖，约占有机物总量的70%–80%，核酸、脂类、腐殖酸等占10%–20%[27]。
EPS是微生物细胞在水环境中与重金属接触和相互作用的第一道屏障，对保护微生物细胞至关重要[28]。EPS中含有丰富的官能团，如羧基、磷酸基、胺基和羟基[29]，这些官能团能通过静电吸引或络合等作用与金属离子形成有机配合物，从而阻挡金属离子进入细胞。Liu等[30]发现10 mg/L Cr3+能被活性污泥中提取的EPS完全吸附，除此之外，Zn2+、Cu2+也能被去除97%以上，表明EPS对阳离子型重金属具有较强的吸附能力。在同样条件下发现CrO42–只能被吸附39%，可能原因是EPS中虽含有能吸附阴离子的官能团，但由于EPS整体带负电，会与金属含氧阴离子之间存在一定的斥力，因此吸附能力有限。此外还有研究发现[31]，Rhizobium radiobacter VBCK1062产生的EPS中羧基、羟基、酰胺基和葡萄糖醛酸等官能团能与As(Ⅴ)离子相互作用，在金属和EPS之间架起静电桥梁，生成长链网状聚合物，从而吸附砷。
EPS中含有丰富的多糖和蛋白等有机组分，砷胁迫会使EPS组分和含量发生变化，以应对砷的毒害。Mohite等[32]发现100 mg/L的砷使得Pantoea agglomerans产生大量胞外多糖，从而形成一层保护层，将有毒分子限制在细胞表面。在砷的刺激下，Exiguobacterium profundum PT2和Ochrobactrum ciceri SW1分泌的EPS总量及多糖和蛋白含量均上升，EPS与砷产生交互作用，生成结构致密的大团块，来阻止砷进入胞内[33]。有研究表明[34]，与多糖相比，蛋白质中的醇羟基、氨基、羧基、醛基、酚羟基及醌基等活性基团能更显著地螯合重金属，形成螯合沉淀，将不稳定的重金属转化为稳定组分。除直接吸附重金属外，微生物还能通过增加EPS分泌量来促进生物膜的形成，从而限制As(Ⅲ)的进入[35]。
研究发现，好氧方式培养的污泥比厌氧污泥具有更强的吸附能力，这是因为氧气为产EPS的细菌提供了更有利的条件，微生物可分泌更多的EPS用于吸附金属离子[36]。此外，还有研究表明自养型脱氮细菌比异养菌能分泌更多的EPS[37]，Song等[38]的研究也证实了这一观点。硝化作为好氧的无机自养型体系，具有产生丰富EPS的先天优势，并且随着AOB数量的增加，硝化污泥EPS中的蛋白质/多糖比例也会增加[39]，较高的蛋白质含量能带来更大的重金属吸附量[40]。硝化污泥已被多次报道能够吸附或与重金属离子相互作用来抵抗重金属的毒害[36, 38, 41]。因此，硝化体系中EPS的吸附络合作用是保护微生物的第一道“防线”。虽然EPS对于硝化细菌抵抗As(Ⅲ)的毒性有一定作用，但由于EPS生成量有限，对As(Ⅲ)的吸附结合位点也相对有限，故当As(Ⅲ)浓度较高时仍会有部分As(Ⅲ)穿过EPS的“防线”进入微生物细胞。
3 硝化过程与As(Ⅲ)的氧化据文献报道，As(Ⅲ)的毒性是As(Ⅴ)的60倍[1]，砷的生物毒性与其价态密切相关[42]。As(Ⅲ)的氧化是一种潜在的解毒过程，早在1918年就有微生物将亚砷酸盐氧化成砷酸盐的报道[43]。根据代谢方式的不同，As(Ⅲ)氧化菌主要分为无机自养型和有机异养型，前者能够在有氧或缺氧的条件下利用无机态As(Ⅲ)为电子供体，O2、NO2–、NO3–或ClO3–等为电子受体，CO2为碳源，在氧化As(Ⅲ)的同时为微生物生长提供能量；而后者需利用有机碳源，氧化As(Ⅲ)仅为解毒，不产生生长所需的能量[44–45]。
As(Ⅲ)的生物氧化依赖于一种细胞周质酶——As(Ⅲ)氧化酶，目前已知的As(Ⅲ)氧化酶分为2种，一种是Aio氧化酶，另一种是Arx氧化酶。
3.1 Aio氧化酶介导的As(Ⅲ)氧化Aio氧化酶由一个大α亚基AioA (93 kDa)和一个小β亚基AioB (14 kDa)组成，大α亚基包含一个含双钼喋呤鸟嘌呤二核苷酸的活性位点和一个[3Fe-4S]簇蛋白，小β亚基包含一个Rieske[2Fe-2S]簇蛋白[46]。
Aio氧化酶位于细胞内膜的外表面，在氮素或细胞色素c作为电子受体的情况下表现出亚砷酸盐氧化活性。亚砷酸盐在AioA的Mo位点上氧化为砷酸盐，同时Mo从+Ⅵ还原为+Ⅳ。由于[3Fe-4S]簇是一个单电子受体，每次从钼蝶呤接收一个电子后转移到AioB亚基的Rieske[2Fe-2S]簇。接着，电子再从Rieske中心转移到电子受体(如细胞色素c)，在好氧条件下最后转移到细胞色素氧化酶，同时氧气被还原为水[46]。化能无机自养型α变形杆菌Rhizobium sp. NT-26含有Aio氧化酶[47]，该酶可参与呼吸过程，将As(Ⅲ)的氧化耦合氧还原，同时产生ATP[48]。除了自养型以外，异养型的Alcaligenes faecalis也含有Aio氧化酶，但Alcaligenes faecalis的Aio为异二聚体，NT-26的Aio为异四聚体，两者之间有很高的总体相似性，只在Rieske[2Fe-2S]簇周围的结构上存在显著差异[46]，此外Alcaligenes faecalis氧化As(Ⅲ)只为解毒，不获得能量。
3.2 Arx氧化酶介导的As(Ⅲ)氧化微生物As(Ⅲ)氧化除了由Aio氧化酶催化外，还可由Arx氧化酶催化[49]。Arx氧化酶由arxA/B基因编码，最早在从盐碱湖分离的γ变形杆菌Alkalilimnicola ehrlichii MLHE-1中发现，可通过厌氧As(Ⅲ)氧化耦合硝酸盐还原过程进行化能自养生长[50]。Arx在体内是一种As(Ⅲ)氧化酶，但在体外它兼具As(Ⅴ)还原和As(Ⅲ)氧化双功能活性，在进化上它与ArrA(一种砷还原酶)比与AioA关系更近[15]。此前的研究认为ARX系统可能具有特异性，只在少数γ变形菌门中存在，且主要从高pH高盐湖泊中分离[51]。直到首次在低盐环境中分离出一株具有arx基因的β变形菌门砷氧化菌株M52，发现该菌在微氧和硝酸盐还原条件下的中性环境中也可氧化As(Ⅲ)[49]。有研究者指出，arx基因广泛分布于环境中[52]，但目前发现Arx氧化酶介导的As(Ⅲ)氧化仅在厌氧条件下发生[52–54]，不存在于严格好氧的硝化体系中。
在好氧硝化体系中，硝化细菌以NH4+或NO2–为电子供体，CO2为碳源，O2为电子受体，氧化产物为NO3–。该体系中存在As(Ⅲ)氧化所需的多种电子受体，且硝化细菌主要为化能自养型，体系中有着适宜As(Ⅲ)氧化的环境条件，因此硝化体系中极有可能同时存在As(Ⅲ)氧化与硝化。近年来，不断有研究者在生物脱氮体系中发现As(Ⅲ)氧化现象。Andrianisa和Ito等人[7, 55]在从未接触过砷的活性污泥中检测到As(Ⅲ)能够被氧化为As(Ⅴ)，且从中分离出了砷氧化菌。另有研究者[56]通过宏基因组分析在活性污泥中检测到了砷代谢相关基因，包括As(Ⅲ)氧化(aioA/B)、砷还原(arsC)和砷外排(arsA/B)等基因，为活性污泥的砷代谢能力找到了来源。Papirio等[9]发现，硝化污泥能在3 h内将100 mg/L的As(Ⅲ)完全氧化为As(Ⅴ)，但未进一步追究砷氧化能力的来源，从已有结果来看，该硝化体系的主要功能菌种为Nitrospira defluvii，这一菌种早已被前人报道携带丰富的aioA类基因[56]，因此这可能是硝化体系具有较强As(Ⅲ)氧化能力的重要因素。以上结果表明，硝化细菌既有可能与As(Ⅲ)氧化菌共存于硝化体系中，还有可能自身拥有As(Ⅲ)氧化机制，因此硝化体系具有潜在的As(Ⅲ)氧化解毒能力。
除了好氧体系，在厌氧脱氮体系中也存在As(Ⅲ)氧化现象。在砷污染土壤中，厌氧砷氧化可耦合反硝化过程，其中As(Ⅲ)氧化基因aioA是厌氧砷氧化的关键基因，Azoarcus和Rhodanobacter是厌氧砷氧化的主要微生物[57]。在未被砷污染的水稻土壤中，亦发现了耦合关系，Pseudogulbenkiania驱动硝化盐还原，Azoarcus驱动As(Ⅲ)氧化，砷氧化基因(aioA、aioB)和反硝化基因(narG、nirS、norBC、napA、nirK、nosZ)大量共存，共同驱动反硝化耦合砷氧化过程[58]。通过大量研究表明，反硝化耦合As(Ⅲ)氧化是一种广泛存在于厌氧体系中的微生物活动[10, 59]。
4 硝化过程与As外排和As(Ⅴ)还原 4.1 As(Ⅲ)的外排地球早期是缺氧的，环境中的砷主要为As(Ⅲ)形式。原核生物在此环境中进化，因而获得了能在As(Ⅲ)中生存下来的基因[60]，即砷抗性基因。在细菌中，砷抗性基因通常位于ars操纵子中，这些操纵子存在于质粒和染色体上，它们的表达受砷抗性调控蛋白(ArsR)控制。几乎每个ars操纵子都有编码As(Ⅲ)外排蛋白的基因，能将进入细胞的As(Ⅲ)排至胞外，使胞内As(Ⅲ)处于低水平，从而减小As(Ⅲ)对细胞的毒害作用。
As(Ⅲ)外排蛋白主要分为2类，一类为ArsB外排蛋白，由arsB基因编码。在革兰氏阳性菌中，arsB位于操纵子arsRBC上，ArsB利用细胞膜电位提供的能量将As(Ⅲ)排出；在革兰氏阴性菌中，arsB位于操纵子arsRDABC上，ArsB与ATP酶ArsA连接，依赖于ArsA所产的ATP将As(Ⅲ)泵出[61]。
另一类为Acr3外排蛋白，由acr3基因编码，在细菌、古生菌和真菌均有分布，且在植物和动物中发现了其同源物，比ArsB分布更为广泛。Acr3比ArsB结构更小，与ArsB没有明显的序列相似性。Fu等[62]将金属嗜碱菌(Alkaliphilus metalliredigens)和谷氨酸棒状杆菌(Corynebacterium glutamiaceae)的acr3基因在大肠杆菌中异位表达，发现Cys138和Cys129半胱氨酸残基被修饰后使Acr3丢失了转运活性，表明这2种半胱氨酸残基在Acr3的转运功能中发挥关键作用。而ArsB对As(Ⅲ)的转运不需要半胱氨酸残基参与，因此表明Acr3与ArsB的转运机制不同[62–63]。在真菌中，酵母菌可利用质膜载体蛋白Acr3p外排As(Ⅲ)，或利用ABC转运蛋白Ycf1p将As(Ⅲ)作为谷胱甘肽结合物封存在液泡中[61]。若将细菌内编码As(Ⅲ)外排泵ArsB和Acr3的基因都灭活，菌株将获得在胞内积累砷的能力[64]。
4.2 As(Ⅴ)的外排As(Ⅲ)的外排机制在微生物中广泛存在，但直接将As(Ⅴ)作为底物外排的生物机制却鲜有报道。直到近来有研究发现[65]，微生物可通过甘油醛-3-磷酸脱氢酶(GAPDH)和ArsJ协同作用将As(Ⅴ)的转化物排至胞外，虽然As(Ⅴ)不是直接底物，但这已是目前唯一发现的不涉及As(Ⅴ)还原的As(Ⅴ)外排机制。关键基因gapdh和arsJ分别编码GAPDH和ArsJ蛋白，它们分布于许多微生物的ars操纵子上，常以成对的形式出现。Chen等[65]将铜绿假单胞菌中的gapdh和arsJ基因共同表达于大肠杆菌后发现大肠杆菌对As(Ⅴ)产生了特异性抗性，胞内As(Ⅴ)积累明显减少。而单独表达gapdh或arsJ基因时，大肠杆菌不表现As(Ⅴ)抗性，表明只有2个基因的产物协同才能产生作用。该研究者推测在As(Ⅴ)存在下，GAPDH催化甘油-3-磷酸(G3P)与As(Ⅴ)反应生成1As3PG，进而ArsJ将1As3PG作为底物迅速排至胞外。1As3PG半衰期小于2.5 s，极不稳定，一旦排出，会自发水解为As(Ⅴ)和G3P，从而实现As(Ⅴ)的外排。
4.3 As(Ⅴ)的还原虽然有研究者提出了GAPDH和ArsJ介导As(Ⅴ)外排的可能性，但在细菌中更为广泛存在和被研究的仍是将As(Ⅴ)还原后由As(Ⅲ)外排泵排出从而实现自我解毒的机制。
在“大氧化事件”(约24亿年前)发生之前，地球处于缺氧状态，环境中As(Ⅲ)占据多数，砷解毒基因主要为砷甲基化基因和As(Ⅲ)外排基因。随着氧气的出现，地表水环境中大部分As(Ⅲ)被氧化为As(Ⅴ)，毒性有所降低，但As(Ⅴ)通过磷酸盐转运体进入细胞后，会抑制氧化磷酸化和光合磷酸化。彼时多数微生物胞内仅存在As(Ⅲ)外排泵，为了应对As(Ⅴ)毒害，微生物进化出了砷酸盐还原酶，当As(Ⅴ)进入胞内后可被此酶还原为As(Ⅲ)，再由As(Ⅲ)外排泵排出。砷酸盐还原酶常见ArsC型和ArrAB型，ArsC还原酶广泛存在于好氧和厌氧体系中，主导胞内还原，主要控制水相中砷的形态；ArrAB还原酶存在于厌氧体系中[66–67]，位于细胞周质，属于DMSO还原酶家族，结构与Aio氧化酶相似，由大亚基ArrA和小亚基ArrB组成[68]。ArrAB作为厌氧酶，基因表达会受氧气和硝态氮的抑制，因此无法在好氧硝化体系中发挥作用，故在此不作详细介绍。ArsC是一种细胞质酶，由ars操纵子上的arsC基因编码。目前已知的ArsC还原酶根据进化关系分为3支：(1) 与谷氧还蛋白-谷胱甘肽偶联的砷酸盐还原酶，以谷氧还蛋白和谷胱甘肽为还原剂，存在于许多革兰氏阴性细菌的质粒和染色体上，如大肠杆菌。(2) 酵母中依赖谷氧还蛋白的砷酸盐还原酶，以谷氧还蛋白作为还原剂。(3) 与硫氧还蛋白偶联的砷酸盐还原酶，以硫氧还蛋白为还原剂，最初在革兰氏阳性细菌中发现，后来也在革兰氏阴性变形杆菌中被发现。这3种砷还原酶具有共同的生化功能，但没有进化关系[66]。
由此发现，砷酸盐还原酶将原本低毒性的As(Ⅴ)转化为了高毒性的As(Ⅲ)，随后与之偶联的As(Ⅲ)外排机制立刻将As(Ⅲ)排至胞外，使细胞远离砷，因此砷的价态变化有利于细胞的进一步解毒。虽然目前尚未有研究报道过硝化体系中的As(Ⅲ)外排、As(Ⅴ)外排和As(Ⅴ)还原机制，但这些机制相关基因分布的广泛性为它们在硝化体系中的存在提供了可能。且作者通过前期宏基因组研究发现，硝化细菌Nitrosomonas和Nitrospira属中的确携带大量的arsA、arsB、arsC和gapdh基因。
5 硝化过程与砷甲基化砷甲基化过程广泛存在于自然界中，从陆地到海洋，从细菌到人类，许多生物都能不同程度地甲基化砷[69–70]。对于生物来说，不同形态的砷毒性大小相差甚远，几种常见的砷化合物毒性排序如下：一甲基亚砷酸盐[MMAs(Ⅲ)]和二甲基亚砷酸盐[DMAs(Ⅲ)] > 亚砷酸盐[As(Ⅲ)] > 砷酸盐[As(Ⅴ)] > 一甲基砷酸盐[MMAs(Ⅴ)]和二甲基砷酸盐[DMAs(Ⅴ)] > 三甲基砷氧化物[TMAs(Ⅴ)O][71]。许多微生物能够通过甲基化将无机砷转化为毒性极低的DMAs(Ⅴ)和TMAs(Ⅴ)O，或者转化为毒性高但挥发性强的三甲基胂[TMAs(Ⅲ)]，继而释放到大气中被稀释而解毒。因此，砷甲基化是微生物的重要解毒途径，也是砷生物地球化学循环的重要组成部分[70]。
砷甲基化由As(Ⅲ)S-腺苷甲基转移酶(ArsM)催化，该酶可将S-腺苷甲硫氨酸(AdoMet)上的甲基转移到As(Ⅲ)，从而生成甲基砷化合物[72]。在细菌中，ArsM由arsM基因编码，该基因位于ars操纵子上或与之相邻，其表达通常受砷抗性调控蛋白基因arsR控制。近年来，国内外学者对砷甲基化进行了初步研究，并取得了一定的进展。Qin等人[72]将革兰氏阴性菌Rhodopseudomonas palustris中的ArsM异位表达在对砷敏感的大肠杆菌中，重组后的大肠杆菌可将培养基中的砷转化为相对无毒的DMAs(Ⅴ)、TMAsO以及毒性较大但不会积累的瞬态中间体MMAs(Ⅲ)和DMAs(Ⅲ)，同时还会产生气态产物TMAs(Ⅲ)从而减少基质中的砷含量，这表明ArsM在微生物的砷解毒过程中发挥了重要作用。
作者研究发现，在硝化连续流反应器中添加不同浓度As(Ⅲ)时，硝化污泥会将As(Ⅲ)转化为As(Ⅴ)和DMAs(Ⅴ)，这2种形态的砷毒性远低于As(Ⅲ)，且在宏基因组信息中发现硝化体系中携带砷甲基化基因arsM。由此可见，硝化体系拥有通过甲基化将As(Ⅲ)解毒的潜力。
6 硝化细菌与抗氧化机制当受到重金属胁迫时，微生物会产生氧化应激行为，生成活性氧(ROS)，如超氧自由基(
大多生物体内含有多种重金属抗氧化酶，它们分工协作，共同抵抗重金属所带来的毒害，在细菌中常见的抗氧化机制如下：(1) 超氧化物歧化酶(SOD)催化超氧阴离子发生歧化反应，生成O2和H2O2，为清除自由基奠定基础，是抵御机体氧化应激的第一道防线。SOD是一种广泛存在于微生物、动植物细胞的抗氧化酶，根据所含金属辅基的不同，可分为CuZn-SOD、Fe-SOD和Mn-SOD 3种。其中Fe和Mn-SOD氨基酸组成相似，可能起源于同一祖先。细菌中既可能同时含有2种SOD，如大肠杆菌中含Fe和Mn-SOD[74]，也可能只含有其中一种，如枯草芽孢杆菌中只存在单一的Mn-SOD。Rhizobium sp. NT-26在含As(Ⅲ)环境中生长时，超氧化物歧化酶的积累量大幅增加，与不接触As(Ⅲ)相比提升了3倍[47]。Steunou等[75]发现镉和铜离子会引起金属外排机制缺失的Rubrivivax gelatinosus、Vibrio cholerae、Pseudomonas aeruginosa和Bacillus subtilis中Fe或Mn-SOD的大量表达，这说明SOD有利于减小重金属在胞内积累造成的毒害。但SOD活性不是总与重金属浓度呈正相关的，在Bacillus sp. P1中出现了随着金属离子浓度升高，SOD活性先上升后下降的现象，当高浓度重金属的刺激过度消耗SOD后，SOD合成能力下降，从而会限制其产生和降低活性[76]。(2) 存在于细胞过氧化物体内的过氧化氢酶(CAT)进一步催化H2O2分解成无毒害的O2和H2O[77]。在10 mg/L Cu的胁迫下，E. coli ASU3胞内CAT的活性比对照组提高了17倍[78]。在砷的刺激下，Bacillus sp. MDPMK-02和Pseudomonas taiwanensis中SOD、CAT活性均明显上升[79–80]。当SOD清除
重金属的加入会提高脱氮体系中抗氧化酶的活性，有助于抑制过量活性氧的产生，从而减轻重金属的毒害作用[84]。对于硝化体系，已在多种氨氧化菌(Nitrosomonas europaea、Nitrosospira multiformis、Nitrosospira AV)中检测到过氧化氢酶和超氧化物歧化酶活性，其中Nitrosomonas europaea对过氧化氢酶具有最高的比活性[85]。而高浓度高毒性的金属离子也会促进亚硝酸盐氧化菌Nitrospirae的过氧化氢酶产量增加[86]，可增强硝化细菌对重金属毒性的抵抗能力。
综上所述，硝化体系对As(Ⅲ)的解毒是一个多途径共同作用的复杂过程(图 1)。硝化细菌可通过分泌胞外聚合物以吸附或络合重金属，将其隔离在胞外，从而减轻重金属对细胞的毒害；通过自身的As(Ⅲ)氧化机制或体系中其他具有As(Ⅲ)氧化能力的微生物将As(Ⅲ)氧化为低毒性的As(Ⅴ)；通过直接将As(Ⅲ)和As(Ⅴ)外排，或将As(Ⅴ)还原为As(Ⅲ)后外排，使微生物细胞远离重金属；通过甲基化酶将As(Ⅲ)转化为相对无毒的DMA(Ⅴ)和TMAO或变成挥发态的TMAs(Ⅲ)逸散出去；通过重金属抗氧酶的作用清除活性氧，应对氧化应激行为等途径来抵抗As(Ⅲ)的毒性，为硝化细菌的生存提供安全保障。
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| 图 1 硝化体系中的As(Ⅲ)解毒机制示意图 Figure 1 Schematic diagram of detoxification mechanisms of As(Ⅲ) in the nitrification system. |
7 总结与展望
近来，有研究者发现硝化生物脱氮体系能够耐受并氧化高浓度的As(Ⅲ)[7, 9]，但其具体的解毒机制未被进一步探究。通过本文的综述，发现在硝化体系中可能存在的As(Ⅲ)解毒机制主要包括EPS的保护、As(Ⅲ)的氧化、砷还原和外排、砷甲基化及抗氧化机制，这些机制单独或联合作用，为As(Ⅲ)存在下硝化功能菌AOB和NOB的生存提供有力庇护，也为好氧生物脱氮体系的耐砷潜力提供理论支持。
含As(Ⅲ)废水毒性大、污染广、迁移能力强，可在生物体内积累，对机体产生损害，因此含砷废水的处理已经成为研究者关注的焦点。传统的物理和化学处理法价格昂贵，经济效益低。相较而言，微生物处理是一种新兴技术，成本低，效果好，而且不会对环境产生二次污染。通过微生物处理含砷废水的方法已有不少报道，但应用硝化体系同时脱氮和处理As(Ⅲ)的研究尚为少见，若能保证高效稳定地实现脱氮的同时将As(Ⅲ)转化为As(Ⅴ)，降低其迁移能力，将显著减小其毒性并有利于砷的彻底去除；或者更进一步能在脱氮体系中直接将As(Ⅲ)从水中去除，实现同步脱氮除砷，其应用价值和经济效益将更为显著。但如何保持脱氮微生物和As(Ⅲ)氧化微生物的长期友好共存，以及含砷污泥的处置问题仍值得进一步思考。
| [1] | Miller SM. Toward sustainable water treatment: use of biomaterials in water purification. Yale University (Doctoral dissertation), 2011. |
| [2] | Sepehri A, Sarrafzadeh MH. Activity enhancement of ammonia-oxidizing bacteria and nitrite-oxidizing bacteria in activated sludge process: metabolite reduction and CO2 mitigation intensification process. Applied Water Science, 2019, 9(5): 1-12. |
| [3] | Kapoor V, Elk M, Li X, Impellitteri CA, Santo Domingo JW. Effects of Cr(Ⅲ) and Cr(Ⅵ) on nitrification inhibition as determined by SOUR, function-specific gene expression and 16S rRNA sequence analysis of wastewater nitrifying enrichments. Chemosphere, 2016, 147: 361-367. DOI:10.1016/j.chemosphere.2015.12.119 |
| [4] | Feng B, Fang Z, Hou J, Ma X, Huang Y, Huang L. Effects of heavy metal wastewater on the anoxic/aerobic-membrane bioreactor bioprocess and membrane fouling. Bioresource Technology, 2013, 142: 32-38. DOI:10.1016/j.biortech.2013.05.019 |
| [5] | Hu ZQ, Chandran K, Grasso D, Smets BF. Impact of metal sorption and internalization on nitrification inhibition. Environmental Science & Technology, 2003, 37(4): 728-734. |
| [6] | Kapoor V, Li X, Elk M, Chandran K, Impellitteri CA, Santo Domingo JW. Impact of heavy metals on transcriptional and physiological activity of nitrifying bacteria. Environmental Science & Technology, 2015, 49(22): 13454-13462. |
| [7] | Andrianisa HA, Ito A, Sasaki A, Aizawa J, Umita T. Biotransformation of arsenic species by activated sludge and removal of bio-oxidised arsenate from wastewater by coagulation with ferric chloride. Water Research, 2008, 42(19): 4809-4817. DOI:10.1016/j.watres.2008.08.027 |
| [8] | Tang CJ, Duan CS, Liu P, Chai X, Min X, Wang S, Xiao R, Wei Z. Inhibition kinetics of ammonium oxidizing bacteria under Cu(Ⅱ) and As(Ⅲ) stresses during the nitritation process. Chemical Engineering Journal, 2018, 352: 811-817. DOI:10.1016/j.cej.2018.07.069 |
| [9] | Papirio S, Zou G, Ylinen A, Di Capua F, Pirozzi F, Puhakka JA. Effect of arsenic on nitrification of simulated mining water. Bioresource Technology, 2014, 164: 149-154. DOI:10.1016/j.biortech.2014.04.072 |
| [10] | Sun WJ, Sierra R, Field JA. Anoxic oxidation of arsenite linked to denitrification in sludges and sediments. Water Research, 2008, 42(17): 4569-4577. DOI:10.1016/j.watres.2008.08.004 |
| [11] | Wang J, Wan JF, Wu ZH, Li HL, Li HS, Dagot C, Wang Y. Flexible biological arsenite oxidation utilizing NOx and O2 as alternative electron acceptors. Chemosphere, 2017, 178: 136-142. DOI:10.1016/j.chemosphere.2017.03.044 |
| [12] | Cervantes C, Ji GY, Ramírez JL, Silver S. Resistance to arsenic compounds in microorganisms. FEMS Microbiology Reviews, 1994, 15(4): 355-367. DOI:10.1111/j.1574-6976.1994.tb00145.x |
| [13] | Mukhopadhyay R, Rosen BP, Phung LT, Silver S. Microbial arsenic: from geocycles to genes and enzymes. FEMS Microbiology Reviews, 2002, 26(3): 311-325. DOI:10.1111/j.1574-6976.2002.tb00617.x |
| [14] | Ben Fekih I, Zhang CK, Li YP, Zhao Y, Alwathnani HA, Saquib Q, Rensing C, Cervantes C. Distribution of arsenic resistance genes in prokaryotes. Frontiers in Microbiology, 2018, 9: 2473. DOI:10.3389/fmicb.2018.02473 |
| [15] | Yan G, Chen XX, Du SM, Deng ZX, Wang LR, Chen S. Genetic mechanisms of arsenic detoxification and metabolism in bacteria. Current Genetics, 2019, 65(2): 329-338. DOI:10.1007/s00294-018-0894-9 |
| [16] | Sharma VK, Sohn M. Aquatic arsenic: toxicity, speciation, transformations, and remediation. Environment International, 2009, 35(4): 743-759. DOI:10.1016/j.envint.2009.01.005 |
| [17] | Akin I, Arslan G, Tor A, Cengeloglu Y, Ersoz M. Removal of arsenate [As(Ⅴ)] and arsenite [As(Ⅲ)] from water by SWHR and BW-30 reverse osmosis. Desalination, 2011, 281(1): 88-92. |
| [18] | Wang TS, Hsu TY, Chung CH, Wang AS, Bau DT, Jan KY. Arsenite induces oxidative DNA adducts and DNA-protein cross-links in mammalian cells. Free Radical Biology & Medicine, 2001, 31(3): 321-330. |
| [19] | Flora SJS. Handbook of Arsenic Toxicology. Oxford: Academic Press, 2015: 51-72. |
| [20] | Nihal RR. Acute and chronic arsenic toxicity. Postgraduate Medical Journal, 2003, 79(933): 391-396. DOI:10.1136/pmj.79.933.391 |
| [21] | Porquet A, Filella M. Structural evidence of the similarity of Sb(OH)3 and As(OH)3 with glycerol: implications for their uptake. Chemical Research in Toxicology, 2007, 20(9): 1269-1276. DOI:10.1021/tx700110m |
| [22] | Yang HC, Cheng JJ, Finan TM, Rosen BP, Bhattacharjee H. Novel pathway for arsenic detoxification in the legume symbiont Sinorhizobium meliloti. Journal of Bacteriology, 2005, 187(20): 6991-6997. DOI:10.1128/JB.187.20.6991-6997.2005 |
| [23] | Salameh Y, Albadarin AB, Allen S, Walker G, Ahmad MNM. Arsenic(Ⅲ, Ⅴ) adsorption onto charred dolomite: charring optimization and batch studies. Chemical Engineering Journal, 2015, 259: 663-671. DOI:10.1016/j.cej.2014.08.038 |
| [24] | Rosenberg H, Gerdes RG, Chegwidden K. Two systems for the uptake of phosphate in Escherichia coli. Journal of Bacteriology, 1977, 131(2): 5-11. |
| [25] | Starkenburg SR, Chain PSG, Sayavedra-Soto LA, Hauser L, Land ML, Larimer FW, Malfatti SA, Klotz MG, Bottomley PJ, Arp DJ, Hickey WJ. Genome sequence of the chemolithoautotrophic nitrite-oxidizing bacterium Nitrobacter winogradskyi Nb-255. Applied and Environmental Microbiology, 2006, 72(3): 2050-2063. DOI:10.1128/AEM.72.3.2050-2063.2006 |
| [26] | Sheng GP, Yu HQ, Li XY. Extracellular polymeric substances (EPS) of microbial aggregates in biological wastewater treatment systems: a review. Biotechnology Advances, 2010, 28(6): 882-894. DOI:10.1016/j.biotechadv.2010.08.001 |
| [27] | Fong JC, Yildiz FH. Biofilm matrix proteins. Microbiology Spectrum, 2015, 3(2): 201-222. |
| [28] | Ozturk S, Aslim B, Suludere Z. Evaluation of chromium(Ⅵ) removal behaviour by two isolates of Synechocystis sp. in terms of exopolysaccharide (EPS) production and monomer composition. Bioresource Technology, 2009, 100(23): 5588-5593. |
| [29] | Liu H, Fang HH. Characterization of electrostatic binding sites of extracellular polymers by linear programming analysis of titration data. Biotechnology and Bioengineering, 2002, 80(7): 806-811. DOI:10.1002/bit.10432 |
| [30] | Liu Y, Lam MC, Fang HH. Adsorption of heavy metals by EPS of activated sludge. Water Science and Technology, 2001, 43(6): 59-66. DOI:10.2166/wst.2001.0340 |
| [31] | Deepika KV, Raghuram M, Kariali E, Bramhachari PV. Biological responses of symbiotic Rhizobium radiobacter strain VBCK1062 to the arsenic contaminated rhizosphere soils of mung bean. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2016, 134P1: 1-10. |
| [32] | Mohite BV, Koli SH, Patil SV. Heavy metal stress and its consequences on exopolysaccharide (EPS)-producing Pantoea agglomerans. Applied Biochemistry and Biotechnology, 2018, 186(1): 199-216. DOI:10.1007/s12010-018-2727-1 |
| [33] | Saba, Rehman Y, Ahmed M, Sabri AN. Potential role of bacterial extracellular polymeric substances as biosorbent material for arsenic bioremediation. Bioremediation Journal, 2019, 23(2): 72-81. DOI:10.1080/10889868.2019.1602107 |
| [34] | Dai QX, Ma LP, Ren NQ, Ning P, Guo ZY, Xie LG. Research on the variations of organics and heavy metals in municipal sludge with additive acetic acid and modified phosphogypsum. Water Research, 2019, 155: 42-55. DOI:10.1016/j.watres.2019.02.015 |
| [35] | Michel C, Jean M, Coulon S, Dictor MC, Delorme F, Morin D, Garrido F. Biofilms of As(Ⅲ)-oxidising bacteria: formation and activity studies for bioremediation process development. Applied Microbiology and Biotechnology, 2007, 77(2): 457-467. DOI:10.1007/s00253-007-1169-4 |
| [36] | Song JS, Maeng M, Lee K, Pack SP, Lee JW. The role of extracellular polymeric substances in reducing copper inhibition to nitrification in activated sludge. Biotechnology and Bioprocess Engineering, 2016, 21(5): 683-688. DOI:10.1007/s12257-016-0329-8 |
| [37] | Hou XL, Liu ST, Zhang ZT. Role of extracellular polymeric substance in determining the high aggregation ability of anammox sludge. Water Research, 2015, 75: 51-62. DOI:10.1016/j.watres.2015.02.031 |
| [38] | Song YX, Lu CH, Liu P, Chai XL, Chen X, Min XB, Tang CJ, Chai LY. Insights into the role of extracellular polymeric substances in Zn2+ adsorption in different biological sludge systems. Environmental Science and Pollution Research, 2018, 25(36): 36680-36692. DOI:10.1007/s11356-018-3451-7 |
| [39] | Liang ZW, Li WH, Yang SY, Du P. Extraction and structural characteristics of extracellular polymeric substances (EPS), pellets in autotrophic nitrifying biofilm and activated sludge. Chemosphere, 2010, 81(5): 626-632. DOI:10.1016/j.chemosphere.2010.03.043 |
| [40] | Shao Y, Zhang H, Buchanan I, Mohammed A, Liu Y. Comparison of extracellular polymeric substance (EPS) in nitrification and nitritation bioreactors. International Biodeterioration & Biodegradation, 2019, 143: 104713. |
| [41] | Zheng XY, Wang MY, Chen W, Ni M, Chen Y, Cao SL. Effect of Cr(Ⅵ) on the microbial activity of aerobic granular sludge. Desalination and Water Treatment, 2016, 57(15): 7000-7008. DOI:10.1080/19443994.2015.1016457 |
| [42] | Jain CK, Ali I. Arsenic: occurrence, toxicity and speciation techniques. Water Research, 2000, 34(17): 4304-4312. DOI:10.1016/S0043-1354(00)00182-2 |
| [43] | Green HH. Description of a bacterium which oxidizes arsenite to arsenate, and of one which reduces arsenate to arsenite, isolated from a cattle-dipping tank. South African Journal of Science, 1918, 14: 465-467. |
| [44] | Slyemi D, Bonnefoy V. How prokaryotes deal with arsenic. Environmental Microbiology Reports, 2012, 4(6): 571-586. |
| [45] | Dong D, Ohtsuka T, Dong DT, Amachi S. Arsenite oxidation by a facultative chemolithoautotrophic Sinorhizobium sp. KGO-5 isolated from arsenic-contaminated soil. Bioscience Biotechnology and Biochemistry, 2014, 78(11): 1963-1970. |
| [46] | Warelow TP, Oke M, Schoepp-Cothenet B, Dahl JU, Bruselat N, Sivalingam GN, Leimkühler S, Thalassinos K, Kappler U, Naismith JH, Santini JM. The respiratory arsenite oxidase: structure and the role of residues surrounding the rieske cluster. PLoS One, 2013, 8(8): e72535. DOI:10.1371/journal.pone.0072535 |
| [47] | Andres J, Arsène-Ploetze F, Barbe V, Brochier-Armanet C, Cleiss-Arnold J, Coppée J, Dillies MA, Geist L, Joublin A, Koechler S, Lassalle F, Marchal M, Médigue C, Muller D, Nesme X, Plewniak F, Proux C, Ramírez-Bahena MH, Schenowitz C, Sismeiro O, Vallenet D, Santini JM, Bertin PN. Life in an arsenic-containing gold mine: genome and physiology of the autotrophic arsenite-oxidizing bacterium Rhizobium sp. NT-26. Genome Biology and Evolution, 2013, 5(5): 934-953. DOI:10.1093/gbe/evt061 |
| [48] | Santini JM, Kappler U, Ward SA, Honeychurch MJ, Vanden Hoven RN, Bernhardt PV. The NT-26 cytochrome c552 and its role in arsenite oxidation. Biochimica et Biophysica Acta, 2007, 1767(2): 189-196. DOI:10.1016/j.bbabio.2007.01.009 |
| [49] | Ospino MC, Kojima H, Fukui M. Arsenite oxidation by a newly isolated betaproteobacterium possessing arx genes and diversity of the arx gene cluster in bacterial genomes. Frontiers in Microbiology, 2019, 10: 1210. DOI:10.3389/fmicb.2019.01210 |
| [50] | Oremland RS, Hoeft SE, Santini JA, Bano N, Hollibaugh RA, Hollibaugh JT. Anaerobic oxidation of arsenite in Mono Lake water and by a facultative, arsenite-oxidizing chemoautotroph, strain MLHE-1. Applied and Environmental Microbiology, 2002, 68(10): 4795-4802. DOI:10.1128/AEM.68.10.4795-4802.2002 |
| [51] | Andres J, Bertin PN. The microbial genomics of arsenic. FEMS Microbiology Reviews, 2016, 40(2): 299-322. DOI:10.1093/femsre/fuv050 |
| [52] | Zargar K, Conrad A, Bernick DL, Lowe TM, Stolc V, Hoeft S, Oremland RS, Stolz J, Saltikov CW. ArxA, a new clade of arsenite oxidase within the DMSO reductase family of molybdenum oxidoreductases. Environmental Microbiology, 2012, 14(7): 1635-1645. DOI:10.1111/j.1462-2920.2012.02722.x |
| [53] | Durante-Rodríguez G, Fernández-Llamosas H, Alonso-Fernandes E, Fernández-Muñiz MN, Muñoz-Olivas R, Diaz E, Carmona M. ArxA from Azoarcus sp. CIB, an anaerobic arsenite oxidase from an obligate heterotrophic and mesophilic bacterium. Frontiers in Microbiology, 2019, 10: 01699. |
| [54] | Hamamura N, Damdinsuren N, Nakajima N, Yamamura S. Draft genome sequence of the anaerobic arsenite-oxidizing Halomonas sp. strain ANAO-440, isolated from an alkaline saline lake in Khovsgol, Mongolia. Microbiology Resource Announcements, 2021, 10(42): 00899-21. |
| [55] | Ito A, Miura JI, Ishikawa N, Umita T. Biological oxidation of arsenite in synthetic groundwater using immobilised bacteria. Water Research, 2012, 46(15): 4825-4831. DOI:10.1016/j.watres.2012.06.013 |
| [56] | Cai L, Yu K, Yang Y, Chen BW, Li XD, Zhang T. Metagenomic exploration reveals high levels of microbial arsenic metabolism genes in activated sludge and coastal sediments. Applied Microbiology and Biotechnology, 2013, 97(21): 9579-9588. DOI:10.1007/s00253-012-4678-8 |
| [57] | Zhang M, Li Z, Haggblom MM, Young L, He Z, Li F, Xu R, Sun X, Sun W. Characterization of nitrate-dependent As(Ⅲ)-oxidizing communities in arsenic-contaminated soil and investigation of their metabolic potentials by the combination of DNA-stable isotope probing and metagenomics. Environmental Science & Technology, 2020, 54(12): 7366-7377. |
| [58] | Li XM, Qiao JT, Li S, Häggblom MM, Li FB, Hu M. Bacterial communities and functional genes stimulated during anaerobic arsenite oxidation and nitrate reduction in a paddy soil. Environmental Science & Technology, 2020, 54(4): 2172-2181. |
| [59] | Rodríguez-Freire L, Sun WJ, Sierra-Alvarez R, Field JA. Flexible bacterial strains that oxidize arsenite in anoxic or aerobic conditions and utilize hydrogen or acetate as alternative electron donors. Biodegradation, 2012, 23(1): 133-143. DOI:10.1007/s10532-011-9493-x |
| [60] | Zhu YG, Xue XM, Kappler A, Rosen BP, Meharg AA. Linking genes to microbial biogeochemical cycling: lessons from arsenic. Environmental Science & Technology, 2017, 51(13): 7326-7339. |
| [61] | Rosen BP. Families of arsenic transporters. Trends in Microbiology, 1999, 7(5): 207-212. DOI:10.1016/S0966-842X(99)01494-8 |
| [62] | Fu HL, Meng YL, Ordóñez E, Villadangos AF, Bhattacharjee H, Gil JA, Mateos LM, Rosen BP. Properties of arsenite efflux permeases (Acr3) from Alkaliphilus metalliredigens and Corynebacterium glutamicum. Journal of Biological Chemistry, 2009, 284(30): 19887-19895. DOI:10.1074/jbc.M109.011882 |
| [63] | Sato T, Kobayashi Y. The ars operon in the skin element of Bacillus subtilis confers resistance to arsenate and arsenite. Journal of Bacteriology, 1998, 180(7): 1655-1661. DOI:10.1128/JB.180.7.1655-1661.1998 |
| [64] | Sousa T, Branco R, Piedade AP, Morais PV. Hyper accumulation of arsenic in mutants of Ochrobactrum tritici silenced for arsenite efflux pumps. PLoS One, 2015, 10(7): e0131317. DOI:10.1371/journal.pone.0131317 |
| [65] | Chen J, Yoshinaga M, Garbinski LD, Rosen BP. Synergistic interaction of glyceraldehydes-3-phosphate dehydrogenase and ArsJ, a novel organoarsenical efflux permease, confers arsenate resistance. Molecular Microbiology, 2016, 100(6): 945-953. DOI:10.1111/mmi.13371 |
| [66] | Silver S, Phung LT. Genes and enzymes involved in bacterial oxidation and reduction of inorganic arsenic. Applied and Environmental Microbiology, 2005, 71(2): 599-608. DOI:10.1128/AEM.71.2.599-608.2005 |
| [67] | Tian HX, Shi QT, Jing CY. Arsenic biotransformation in solid waste residue: comparison of contributions from bacteria with arsenate and iron reducing pathways. Environmental Science & Technology, 2015, 49(4): 2140-2146. |
| [68] | Glasser NR, Oyala PH, Osborne TH, Santini JM, Newman DK. Structural and mechanistic analysis of the arsenate respiratory reductase provides insight into environmental arsenic transformations. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2018, 115(37): 8614-8623. |
| [69] | Di X, Beesley L, Zhang Z, Zhi S, Jia Y, Ding Y. Microbial arsenic methylation in soil and uptake and metabolism of methylated arsenic in plants: a review. International Journal of Environmental Research and Public Health, 2019, 16(24): 0131317. |
| [70] | Bentley R, Chasteen TG. Microbial methylation of metalloids: arsenic, antimony, and bismuth. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2002, 66(2): 250-271. DOI:10.1128/MMBR.66.2.250-271.2002 |
| [71] | Akter KF, Owens G, Davey DE, Naidu R. Arsenic speciation and toxicity in biological systems. Reviews of Environmental Contamination and Toxicology, 2005, 184: 97-149. |
| [72] | Qin J, Rosen BP, Zhang Y, Wang GJ, Franke S, Rensing C. Arsenic detoxification and evolution of trimethylarsine gas by a microbial arsenite S-adenosylmethionine methyltransferase. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2006, 103(7): 2075-2080. DOI:10.1073/pnas.0506836103 |
| [73] | Wu XY, Cobbina SJ, Mao GH, Xu H, Zhang Z, Yang LQ. A review of toxicity and mechanisms of individual and mixtures of heavy metals in the environment. Environmental Science and Pollution Research, 2016, 23(9): 8244-8259. DOI:10.1007/s11356-016-6333-x |
| [74] | Geslin C, Llanos J, Prieur D, Jeanthon C. The manganese and iron superoxide dismutases protect Escherichia coli from heavy metal toxicity. Research in Microbiology, 2001, 152(10): 901-905. DOI:10.1016/S0923-2508(01)01273-6 |
| [75] | Steunou AS, Babot M, Bourbon ML, Tambosi R, Durand A, Liotenberg S, Krieger-Liszkay A, Yamaichi Y, Ouchane S. Additive effects of metal excess and superoxide, a highly toxic mixture in bacteria. Microbial Biotechnology, 2020, 13(5): 1515-1529. DOI:10.1111/1751-7915.13589 |
| [76] | Liu SH, Zeng ZT, Niu QY, Xiao R, Zeng GM, Liu Y, Cheng M, Hu K, Jiang LH, Tan XF, Tao JJ. Influence of immobilization on phenanthrene degradation by Bacillus sp. P1 in the presence of Cd(Ⅱ). Science of the Total Environment, 2019, 655: 1279-1287. |
| [77] | Pandey S, Barai PK, Maiti TK. Influence of heavy metals on the activity of antioxidant enzymes in the metal resistant strains of Ochrobactrum and Bacillus sp. Journal of Environmental Biology, 2013, 34(6): 1033-1037. |
| [78] | Abskharon RNN, Hassan SH, Kabir MH, Qadir SA, El-Rab SMFG, Wang MH. The role of antioxidants enzymes of E coli ASU3, a tolerant strain to heavy metals toxicity, in combating oxidative stress of copper. World Journal of Microbiology & Biotechnology, 2010, 26(2): 241-247. |
| [79] | David M, Krishna PM, Sangeetha J. Elucidation of impact of heavy metal pollution on soil bacterial growth and extracellular polymeric substances flexibility. 3 Biotech, 2016, 6(2): 1-11. |
| [80] | Satapute P, Paidi MK, Kurjogi M, Jogaiah S. Physiological adaptation and spectral annotation of Arsenic and Cadmium heavy metal-resistant and susceptible strain Pseudomonas taiwanensis. Environmental Pollution, 2019, 251: 555-563. DOI:10.1016/j.envpol.2019.05.054 |
| [81] | Pompella A, Visvikis A, Paolicchi A, de Tata V, Casini AF. The changing faces of glutathione, a cellular protagonist. Biochemical Pharmacology, 2003, 66(8): 1499-1503. DOI:10.1016/S0006-2952(03)00504-5 |
| [82] | Vergauwen B, Pauwels F, van Beeumen JJ. Glutathione and catalase provide overlapping defenses for protection against respiration-generated hydrogen peroxide in Haemophilus influenzae. Journal of Bacteriology, 2003, 185(18): 5555-5562. DOI:10.1128/JB.185.18.5555-5562.2003 |
| [83] | Medinas DB, Augusto O. Mechanism of the peroxidase activity of superoxide dismutase 1. Free Radical Biology & Medicine, 2010, 49(4): 682. |
| [84] | Ye JY, Gao H, Wu JK, Chang Y, Chen ZK, Yu R. Responses of nitrogen transformation processes and N2O emissions in biological nitrogen removal system to short-term ZnO nanoparticle stress. The Science of the Total Environment, 2020, 705: 135916. DOI:10.1016/j.scitotenv.2019.135916 |
| [85] | Wood NJ, Sørensen J. Catalase and superoxide dismutase activity in ammonia-oxidising bacteria. FEMS Microbiology Ecology, 2001, 38(1): 53-58. DOI:10.1111/j.1574-6941.2001.tb00881.x |
| [86] | Zhang J, Shi Q, Fan S, Zhang Y, Zhang M, Zhang J. Distinction between Cr and other heavy-metal-resistant bacteria involved in C/N cycling in contaminated soils of copper producing sites. Journal of Hazardous Materials, 2020, 402: 123454. |